膜蛋白具有多種功能，在細胞識別、細胞信號轉導、運輸等有著中著重要的角色，因此也是很好的藥物靶點。抽提膜蛋白主要是進行蛋白組分析：常用的實驗是非變性膠電泳、酶活分析、SDS-PAGE、western blot 等。本文敘述了總蛋白的抽提方法、和膜蛋白的提取方法。
一、從新鮮樣品中提取總蛋白(簡易法)
1. 自配裂解液(pH 8.5-9.0)：50 mM Tris-HCl，2 mM EDTA , 100 mM NaCl，0.5% Triton X-100，調pH值至8.5-9.0備用;用前加入100 μg/ml 溶菌酶，1 μl/ml 的蛋白酶抑制劑PMSF。該裂解液用量為10-50 ml 裂解液/1 g濕菌體。
2. 將40 ml 菌液在12000 g，4 ℃下離心15分鐘收集菌體，沉淀用PBS懸浮洗滌2遍，沉淀加入1 ml裂解液懸浮菌體。
3. 超聲粉碎，采用300 w，10 s超聲/10 s間隔，超聲20 min，反復凍融超聲3次至菌液變清或者變色。
4. 1000 g離心去掉大碎片，上清可直接變性后PAGE電泳檢測，或者用1% SDS溶液透析后凍存。
缺點：Western blotting結果表明，疏水性跨膜蛋白提取效率有限。
二、從Trizol裂解液中分離總蛋白
1. Trizol溶解的樣品研磨破碎后，加氯仿分層，2-8 ℃下10000 g離心15 min，上層水相用于RNA提取，體積約為總體積的60%。
2. 用乙醇沉淀中間層和有機相中的DNA。每使用1 ml Trizol加入0.3 ml無水乙醇混勻，室溫放置3 min，2-8 ℃不超過2000 g離心5 min。
3. 將上清移至新的EP管中，用異丙醇沉淀蛋白質。每使用1 ml Trizol加入1.5 ml異丙醇，室溫放置10 min，2-8 ℃下12000 g離心10 min，棄上清。
4. 用含有0.3 M 鹽酸胍的95%乙醇洗滌。每1 ml Trizol加入2 ml洗液，室溫放置20 min， 2-8 ℃下7500 g離心5 min，棄上清，重復洗滌2次。最后加入2 ml無水乙醇，渦旋后室溫放置20 min，2-8 ℃下7500 g離心5 min，棄上清。
5. 冷凍干燥5-10 min，1%SDS溶液溶解，反復吹打，50 ℃溫浴使其全部溶解，2-8 ℃下10000 g離心10 min去除不溶物。
6. 替代方案：將3中的酚醇上清液移至小分子量透析袋中，在2-8 ℃的1% SDS溶液中透析3次，1000 g離心10 min去除沉淀，上清可直接用于蛋白實驗。
三、從新鮮樣品中提取疏水性膜蛋白(Triton X-114去污劑法)
1. 配制疏水性蛋白提取液(非裂解液)：1% Triton X-114，150 mM NaCl, 10 mM Tris-HCl，1 mM EDTA，調pH值至8.0備用。
2. 菌液于4 ℃條件下15000 g離心15 min收集菌體;用1 ml 含有5 mM MgCl2 的PBS洗滌3次，最后于4 ℃條件下15000 g離心15 min收集菌體。
3. 菌體沉淀加入1 ml冷提取液，于4 ℃條件下放置2 h，17000 g離心10 min，去除沉淀取上清。
4. 將上述上清中的Triton X-114含量增加到2%，再加入20 mM的CaCl2抑制部分蛋白酶活性，37 ℃條件下放置10 min使其分層。室溫下1000 g離心10 min使液相和去污相充分分層。
5. 將液相和去污相分開，分別用10倍體積的冷丙酮在冰上沉淀45 min。
6. 于4 ℃條件下17000 g離心30 min，用去離子水洗滌沉淀3次。
7. 將沉淀溶解在1% SDS溶液中，測定蛋白濃度，比較液相和去污相中蛋白提取效率，一般是去污相中疏水性膜蛋白較多，適于進一步蛋白實驗。
8. SDS-PAGE進一步分析液相和去污相的蛋白圖譜。
