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實驗原理
在細胞核中，DNA是環(huán)狀附著在核基質(zhì)上，細胞裂解過程中，核基質(zhì)被溶解、抽提，DNA的結(jié)構則未發(fā)生變化。如果DNA鏈上存在缺口，則使DNA超螺旋變的松弛，DNA環(huán)向外展，同時由于暴露了陰電荷，在電場力的作用下，松動的DNA環(huán)向陽極遷移，但是由于這種松動的DNA環(huán)一端仍附著于核DNA，其遷移距離受到限制，因此尾長并不總是真實反映鏈缺口的多少。實際應當依靠尾長與尾部的熒光強度同時來進行分析。
實驗步驟
1. 分離制備單細胞懸液：
1) 體外培養(yǎng)的細胞株：用胰酶消化，吹打成單細胞懸液；
2) 體內(nèi)臟器細胞：處死動物，取出臟器，于Hanks’液中制備成單個細胞懸液。
2. 膠板制備：
1) 取20~50μl于56℃水浴中保溫的0.5%普通熔點瓊脂糖，鋪于磨沙載玻片上，形成底膠。
2) 取100~150μl 0.5%普通熔點瓊脂糖加在底膠上，再于其上加蓋玻片，4℃冷凝10分鐘。
3) 取下蓋片，取50~100μl于37℃水浴中保溫的1.0%的低熔點瓊脂糖與50~100μl細胞懸液(105個細胞/ml)混勻，立即鋪片，加上蓋玻片，4℃冷凝10分鐘。
4) 去掉蓋玻片，取70~100μl于37℃水浴中保溫的0.5%的低熔點瓊脂糖鋪片，加蓋玻片，4℃冷凝。
3. 細胞裂解與電泳：
1) 將制備好的膠板去掉蓋玻片后，浸于4℃預冷的細胞裂解液中，4℃裂解1小時。
2) 取出膠板，放入電泳槽中，浸泡在電泳液中解旋20分鐘。
3) 4℃電泳20分鐘(25V，300mA)。
4. 中和與染色：
1) 電泳結(jié)束，將膠板浸泡于中和液中，每次15分鐘，共中和兩次，注意更換中和液。
2) 取出膠板，置于染色架上，滴加5μg/ml的PI，暗處染色20分鐘。
3) 蒸餾水脫色15分鐘。
5. 鏡檢和分析：
1) 在熒光顯微鏡下觀察，綠光激發(fā)吸收濾片590nm。必要時照相記錄。
2) 記數(shù)觀察的細胞，記錄彗星細胞出現(xiàn)的頻率，用目鏡測微尺測頭長與全長，計算核DNA遷移距離。
使用兩層凝膠法，經(jīng)裂解、DNA解旋、電泳和中和得到濕瓊脂糖凝膠片。將濕瓊脂糖凝膠片置于冰冷無水乙醇中脫水10分鐘，后置于空氣中自發(fā)干燥。全部操作在采血后8小時內(nèi)完成，操作過程中注意避光。使用50µl 30µM的溴乙錠溶液染色、照相。使用單細胞凝膠電泳軟件分析所有照片，隨機測量100個以上細胞的尾長和olive尾矩，以尾長和olive尾矩的算術均數(shù)代表個體DNA損傷情況。
